Fitocromo
Protein used by plants, bacteria and fungi to detect light
Fitocromo
Estructura cristalina del fitocromo. [1]
Identificadores
SímboloFitocromo
PfamPF00360
InterprofesionalIPR013515
Estructuras de proteínas disponibles:
Pfam  estructuras / ECOD  
APPDB RCSB; PDBj
PDBsumaResumen de la estructura
Espectro de absorción del fitocromo de la avena (Devlin, 1969)

Los fitocromos son una clase de proteínas fotorreceptoras que se encuentran en plantas , bacterias y hongos . Responden a la luz en las regiones roja y roja lejana del espectro visible y pueden clasificarse como Tipo I, que se activan con la luz roja lejana, o Tipo II, que se activan con la luz roja. [2] Los avances recientes han sugerido que los fitocromos también actúan como sensores de temperatura, ya que las temperaturas más cálidas mejoran su desactivación. [3] Todos estos factores contribuyen a la capacidad de la planta para germinar .

Los fitocromos controlan muchos aspectos del desarrollo de las plantas. Regulan la germinación de las semillas (fotoblastos), la síntesis de clorofila , la elongación de las plántulas, el tamaño, la forma, la cantidad y el movimiento de las hojas y el momento de la floración en las plantas adultas. Los fitocromos se expresan ampliamente en muchos tejidos y etapas de desarrollo. [2]

Otros fotorreceptores de las plantas incluyen los criptocromos y las fototropinas , que responden a la luz azul y ultravioleta -A, y el UVR8 , que es sensible a la luz ultravioleta -B.

Estructura

Los fitocromos consisten en una proteína , unida covalentemente a un cromóforo bilina sensible a la luz . [4] La parte proteica comprende dos cadenas idénticas (A y B). Cada cadena tiene un dominio PAS , un dominio GAF y un dominio PHY. Las disposiciones de dominios en los fitocromos de plantas, bacterias y hongos son comparables, en la medida en que los tres dominios N-terminales son siempre dominios PAS, GAF y PHY. Sin embargo, los dominios C-terminales son más divergentes. El dominio PAS sirve como sensor de señales y el dominio GAF es responsable de la unión a cGMP y también detecta señales de luz. Juntas, estas subunidades forman la región fitocromática, que regula los cambios fisiológicos en las plantas a los cambios en las condiciones de luz roja y roja lejana. En las plantas, la luz roja cambia el fitocromo a su forma biológicamente activa, mientras que la luz roja lejana cambia la proteína a su forma biológicamente inactiva.

Isoformas y estados

Dos hipótesis que explican las conversiones de fitocromos inducidas por la luz (P R - forma roja, P IR - forma roja lejana, B - proteína). Izquierda: disociación de H + . [5] Derecha: formación del anillo similar a la clorofila. [6]

Los fitocromos se caracterizan por una fotocromicidad rojo/rojo lejano . Los pigmentos fotocromáticos cambian su "color" (propiedades de absorbancia espectral) al absorber la luz. En el caso del fitocromo, el estado fundamental es P r , donde r indica que absorbe la luz roja con especial intensidad. El máximo de absorbancia es un pico agudo de 650–670 nm, por lo que las soluciones concentradas de fitocromo se ven de color azul turquesa para el ojo humano cuando se observan con luz blanca. Pero una vez que se ha absorbido un fotón rojo, el pigmento sufre un cambio conformacional rápido para formar el estado P fr . Aquí fr indica que ahora no se absorbe de forma diferencial el rojo sino el rojo lejano (también llamado "infrarrojo cercano"; 705–740 nm). Este cambio en la absorbancia es evidente para el ojo humano como un color ligeramente más verdoso. Cuando P fr absorbe la luz roja lejana, se convierte de nuevo en P r . Por lo tanto, la luz roja produce P fr , la luz roja lejana produce P r . En las plantas, al menos P fr es el estado fisiológicamente activo o "señalizador".

Efecto de los fitocromos sobre el fototropismo

Los fitocromos también tienen la capacidad de detectar la luz, lo que hace que la planta crezca hacia ella. Esto se llama fototropismo . [7] Janoudi y sus compañeros de trabajo querían ver qué tipo de fitocromo era responsable de causar el fototropismo y realizaron una serie de experimentos. Descubrieron que la luz azul hace que la planta Arabidopsis thaliana muestre una respuesta fototrópica; esta curvatura se acentúa con la adición de luz roja. [7] También descubrieron que había cinco fitocromos diferentes en la planta, mientras que algunos mutantes que no funcionaban correctamente expresaban una falta de fitocromos. [7] Dos de estas variantes mutantes fueron muy importantes para este estudio: phyA-101 y phyB-1. [7] Estos son los mutantes del fitocromo A y B respectivamente. El fitocromo A, normalmente funcional, causa una sensibilidad a la luz roja lejana y provoca una regulación en la expresión de la curvatura hacia la luz, mientras que el fitocromo B es más sensible a la luz roja. [7]

El experimento consistió en la forma de tipo salvaje de Arabidopsis, phyA-101 (mutante nulo de fitocromo A (phyA)), phyB-1 (mutante deficiente de fitocromo B). [7] Luego se expusieron a luz blanca como control luz azul y roja a diferentes fluencias de luz, se midió la curvatura. [7] Se determinó que para lograr un fenotipo del de tipo salvaje phyA-101 debe exponerse a cuatro órdenes de magnitud mayor o aproximadamente 100umol m −2 de fluencia. [7] Sin embargo, la fluencia que hace que phyB-1 muestre la misma curvatura que el tipo salvaje es idéntica a la del tipo salvaje. [7] Se encontró que el fitocromo que expresó cantidades mayores de lo normal de fitocromo A a medida que aumentaba la fluencia, la curvatura también aumentaba hasta 10umol-m −2, la curvatura era similar a la del tipo salvaje. [7] El fitocromo que expresa cantidades mayores que las normales de fitocromo B exhibió curvaturas similares a las del tipo salvaje en diferentes fluencias de luz roja hasta que la fluencia de 100umol-m −2 en fluencias mayores que esta curvatura fue mucho mayor que la del tipo salvaje. [7]

Por lo tanto, el experimento resultó en el hallazgo de que otro fitocromo además del fitocromo A actúa influyendo en la curvatura ya que el mutante no está tan lejos del tipo salvaje, y phyA no se expresa en absoluto. [7] Por lo tanto, se llegó a la conclusión de que dos fases deben ser responsables del fototropismo. Determinaron que la respuesta ocurre a bajas fluencias y a altas fluencias. [7] Esto se debe a que para phyA-101 el umbral de curvatura ocurrió a fluencias más altas, pero la curvatura también ocurre a valores bajos de fluencia. [7] Dado que el umbral del mutante ocurre a valores altos de fluencia, se ha determinado que el fitocromo A no es responsable de la curvatura a valores altos de fluencia. [7] Dado que el mutante para el fitocromo B exhibió una respuesta similar a la del tipo salvaje, se concluyó que el fitocromo B no es necesario para la mejora de la exposición a fluencia baja o alta. [7] Se predijo que los mutantes que sobreexpresaban el fitocromo A y B serían más sensibles. Sin embargo, se ha demostrado que una sobreexpresión del fitocromo A no afecta realmente a la curvatura, por lo que hay suficiente fitocromo en el tipo salvaje para alcanzar la máxima curvatura. [7] En el mutante con sobreexpresión del fitocromo B, una curvatura más alta de lo normal a fluencias de luz más altas indicó que el fitocromo B controla la curvatura a fluencias altas. [7] En general, concluyeron que el fitocromo A controla la curvatura a fluencias de luz bajas. [7]

Efecto del fitocromo sobre el crecimiento de las raíces

Los fitocromos también pueden afectar el crecimiento de las raíces. Se ha documentado ampliamente que el gravitropismo es el principal tropismo de las raíces. Sin embargo, un estudio reciente ha demostrado que el fototropismo también desempeña un papel. Recientemente se registró un fototropismo positivo inducido por luz roja en un experimento en el que se utilizó Arabidopsis para probar qué parte de la planta tenía el mayor efecto sobre una respuesta fototrópica positiva. Los experimentadores utilizaron un aparato que permitía que el ápice de la raíz estuviera a cero grados para que el gravitropismo no pudiera ser un factor competidor. Cuando se colocaron en luz roja, las raíces de Arabidopsis mostraron una curvatura de 30 a 40 grados. Esto mostró una respuesta fototrópica positiva a la luz roja. Luego quisieron señalar exactamente dónde se recibe la luz en la planta. Cuando las raíces estaban cubiertas, había poca o ninguna curvatura de las raíces cuando se exponían a la luz roja. En cambio, cuando se cubrían los brotes, había una respuesta fototrópica positiva a la luz roja. Esto demuestra que las raíces laterales es donde se produce la detección de la luz. Para obtener más información sobre los fitocromos implicados en esta actividad, se expusieron a luz roja mutantes de fitocromo A, B, D y E y raíces WT. Los mutantes de fitocromo A y B se vieron gravemente afectados. No hubo diferencias significativas en la respuesta de phyD y phyE en comparación con el tipo salvaje, lo que implica que phyA y phyB son responsables del fototropismo positivo en las raíces.

Bioquímica

Químicamente, el fitocromo consiste en un cromóforo , una molécula de bilina simple que consiste en una cadena abierta de cuatro anillos de pirrol , unidos covalentemente a la fracción proteica a través del aminoácido cisteína altamente conservado. Es el cromóforo el que absorbe la luz y, como resultado, cambia la conformación de la bilina y, posteriormente, la de la proteína unida, cambiándola de un estado o isoforma a otro.

El cromóforo fitocromo es generalmente fitocromomobilina , y está estrechamente relacionado con la ficocianobilina (el cromóforo de las ficobiliproteínas utilizadas por las cianobacterias y las algas rojas para captar la luz para la fotosíntesis ) y con el pigmento biliar bilirrubina (cuya estructura también se ve afectada por la exposición a la luz, un hecho explotado en la fototerapia de recién nacidos con ictericia ). El término "bili" en todos estos nombres se refiere a la bilis. Las bilinas se derivan del anillo tetrapirrólico cerrado del hemo mediante una reacción oxidativa catalizada por la hemooxigenasa para producir su característica cadena abierta. La clorofila y el hemo ( Heme ) comparten un precursor común en forma de protoporfirina IX, y comparten la misma estructura característica de anillo tetrapirrólico cerrado. A diferencia de las bilinas, el hemo y la clorofila llevan un átomo de metal en el centro del anillo, hierro o magnesio, respectivamente. [8]

El estado P fr transmite una señal a otros sistemas biológicos en la célula, como los mecanismos responsables de la expresión génica . Aunque este mecanismo es casi con certeza un proceso bioquímico , todavía es objeto de mucho debate. Se sabe que aunque los fitocromos se sintetizan en el citosol y la forma P r se localiza allí, la forma P fr , cuando se genera por iluminación de luz, se transloca al núcleo celular . Esto implica un papel del fitocromo en el control de la expresión génica, y se sabe que muchos genes están regulados por el fitocromo, pero el mecanismo exacto aún debe descubrirse por completo. Se ha propuesto que el fitocromo, en la forma P fr , puede actuar como una quinasa , y se ha demostrado que el fitocromo en la forma P fr puede interactuar directamente con factores de transcripción . [9]

Descubrimiento

El pigmento fitocromo fue descubierto por Sterling Hendricks y Harry Borthwick en el Centro de Investigación Agrícola Beltsville del USDA-ARS en Maryland durante un período que va desde fines de la década de 1940 hasta principios de la década de 1960. Utilizando un espectrógrafo construido a partir de piezas prestadas y excedentes de guerra, descubrieron que la luz roja era muy eficaz para promover la germinación o desencadenar respuestas de floración. Las respuestas a la luz roja eran reversibles con luz roja lejana, lo que indica la presencia de un pigmento fotorreversible.

El biofísico Warren Butler y el bioquímico Harold Siegelman identificaron el pigmento fitocromo mediante un espectrofotómetro en 1959. Butler también fue responsable del nombre fitocromo.

En 1983, los laboratorios de Peter Quail y Clark Lagarias informaron sobre la purificación química de la molécula intacta del fitocromo, y en 1985 Howard Hershey y Peter Quail publicaron la primera secuencia del gen del fitocromo. En 1989, la genética molecular y el trabajo con anticuerpos monoclonales demostraron que existía más de un tipo de fitocromo; por ejemplo, se demostró que la planta del guisante tenía al menos dos tipos de fitocromo (entonces llamados tipo I (que se encuentra predominantemente en plántulas cultivadas en la oscuridad) y tipo II (que predomina en plantas verdes)). Ahora se sabe por secuenciación del genoma que Arabidopsis tiene cinco genes de fitocromo (PHYA - E) pero que el arroz tiene solo tres (PHYA - C). Si bien esto probablemente representa la condición en varias plantas di- y monocotiledóneas, muchas plantas son poliploides . Por ejemplo, el maíz tiene seis fitocromos: phyA1, phyA2, phyB1, phyB2, phyC1 y phyC2. Si bien todos estos fitocromos tienen componentes proteicos significativamente diferentes, todos utilizan la fitocromobilina como cromóforo que absorbe la luz. El fitocromo A o phyA se degrada rápidamente en la forma Pfr, mucho más que los otros miembros de la familia. A fines de la década de 1980, el laboratorio de Vierstra demostró que el phyA se degrada mediante el sistema de ubiquitina, el primer objetivo natural del sistema que se identificó en eucariotas.

En 1996, David Kehoe y Arthur Grossman, de la Carnegie Institution de la Universidad de Stanford, identificaron las proteínas de la cianobacteria filamentosa Fremyella diplosiphon, denominadas RcaE, que son similares a los fitocromos vegetales y que controlan una respuesta fotorreversible rojo-verde denominada aclimatación cromática, e identificaron un gen en el genoma secuenciado y publicado de la cianobacteria Synechocystis que es más similar a los fitocromos vegetales. Esta fue la primera evidencia de fitocromos fuera del reino vegetal. Jon Hughes en Berlín y Clark Lagarias en la UC Davis demostraron posteriormente que este gen de Synechocystis codificaba de hecho un fitocromo genuino (denominado Cph1) en el sentido de que es una cromoproteína reversible rojo/rojo lejano. Se supone que los fitocromos vegetales derivan de un fitocromo cianobacteriano ancestral, tal vez por migración genética del cloroplasto al núcleo. Posteriormente, se han encontrado fitocromos en otros procariotas , entre ellos Deinococcus radiodurans y Agrobacterium tumefaciens . En Deinococcus, el fitocromo regula la producción de pigmentos protectores de la luz, sin embargo, en Synechocystis y Agrobacterium, la función biológica de estos pigmentos aún se desconoce.

En 2005, los laboratorios Vierstra y Forest de la Universidad de Wisconsin publicaron una estructura tridimensional de un fitocromo truncado de Deinococcus (dominios PAS/GAF). Este trabajo reveló que la cadena proteica forma un nudo, una estructura muy inusual para una proteína. En 2008, dos grupos en torno a Essen y Hughes en Alemania y Yang y Moffat en los EE. UU. publicaron las estructuras tridimensionales de todo el dominio fotosensorial. Una estructura era para el fitocromo de Synechocystis sp. (cepa PCC 6803) en estado Pr y la otra para el fitocromo de Pseudomonas aeruginosa en estado P fr . Las estructuras mostraron que una parte conservada del dominio PHY, la llamada lengua PHY, adopta diferentes pliegues. En 2014, Takala et al. confirmaron que el replegamiento ocurre incluso para el mismo fitocromo (de Deinococcus ) en función de las condiciones de iluminación.

Ingeniería genética

Alrededor de 1989, varios laboratorios lograron producir plantas transgénicas que producían cantidades elevadas de diferentes fitocromos ( sobreexpresión ). En todos los casos, las plantas resultantes tenían tallos notablemente cortos y hojas de color verde oscuro. Harry Smith y sus colaboradores de la Universidad de Leicester en Inglaterra demostraron que al aumentar el nivel de expresión del fitocromo A (que responde a la luz roja lejana), se pueden alterar las respuestas de evitación de la sombra . [10] Como resultado, las plantas pueden gastar menos energía en crecer lo más alto posible y tienen más recursos para cultivar semillas y expandir sus sistemas de raíces. Esto podría tener muchos beneficios prácticos: por ejemplo, las hojas de hierba que crecerían más lentamente que la hierba normal no requerirían ser cortadas con tanta frecuencia, o las plantas de cultivo podrían transferir más energía al grano en lugar de crecer más altas.

En 2002, se utilizó la interacción inducida por la luz entre un fitocromo vegetal y un factor de interacción con el fitocromo (PIF) para controlar la transcripción genética en levaduras. Este fue el primer ejemplo de uso de fotoproteínas de otro organismo para controlar una vía bioquímica. [11]

Referencias

  1. ^ PDB : 3G6O ​; Yang X, Kuk J, Moffat K (2009). "Estructura cristalina del mutante Q188L del dominio central fotosensorial del fitocromo PaBphP de la bacteria P. aeruginosa". Proc. Natl. Sci. USA . 106 (37): 15639–15644. doi : 10.1073/pnas.0902178106 . PMC  2747172 . PMID  19720999.
  2. ^ ab Li J, Li G, Wang H, Wang Deng X (2011). "Mecanismos de señalización del fitocromo". El libro de Arabidopsis . 9 : e0148. doi :10.1199/tab.0148. PMC 3268501 . PMID  22303272. 
  3. ^ Halliday, Karen J.; Davis, Seth J. (2016). "Los fitocromos sensibles a la luz sienten el calor" (PDF) . Science . 354 (6314): 832–833. Bibcode :2016Sci...354..832H. doi :10.1126/science.aaj1918. PMID  27856866. S2CID  42594849.
  4. ^ Sharrock RA (2008). La superfamilia de fotorreceptores fitocromo rojo/rojo lejano. Genome biology, 9(8), 230. doi:10.1186/gb-2008-9-8-230 PMC  2575506
  5. ^ Britz SJ, Galston AW (febrero de 1983). "Fisiología de los movimientos en los tallos de las plántulas de Pisum sativum L. cv Alaska: III. Fototropismo en relación con el gravitropismo, la nutación y el crecimiento". Plant Physiol . 71 (2): 313–318. doi :10.1104/pp.71.2.313. PMC 1066031. PMID 16662824  . 
  6. ^ Walker TS, Bailey JL (abril de 1968). "Dos formas espectralmente diferentes del cromóforo fitocromo extraído de plántulas de avena etioladas". Biochem J. 107 ( 4): 603–605. doi :10.1042/bj1070603. PMC 1198706. PMID  5660640 . 
  7. ^ abcdefghijklmnopqrs Abdul-kader, Janoudi (1977). "Múltiples fitocromos están involucrados en la mejora inducida por luz roja del primer fototropismo positivo en Arabidopsis thaliana" (PDF) . www.plantphysiol.org .
  8. ^ Mauseth, James D. (2003). Botánica: Introducción a la biología vegetal (3.ª ed.). Sudbury, MA: Jones and Bartlett Learning. pp. 422–427. ISBN 978-0-7637-2134-3.
  9. ^ Shin, Ah-Young; Han, Yun-Jeong; Baek, Ayoung; Ahn, Taeho; Kim, Soo Young; Nguyen, Thai Son; Son, Minky; Lee, Keun Woo; Shen, Yu (13 de mayo de 2016). "Evidencia de que el fitocromo funciona como una proteína quinasa en la señalización luminosa de las plantas". Nature Communications . 7 (1): 11545. Bibcode :2016NatCo...711545S. doi :10.1038/ncomms11545. ISSN  2041-1723. PMC 4869175 . PMID  27173885. 
  10. ^ Robson, PRH, McCormac, AC, Irvine, AS y Smith, H. Ingeniería genética del índice de cosecha en tabaco mediante la sobreexpresión de un gen fitocromo. Nature Biotechnol. 14, 995–998 (1996).
  11. ^ Shimizu-Sato S, Huq E, Tepperman JM, Quail PH (octubre de 2002). "Un sistema promotor de genes conmutable por luz". Nature Biotechnology . 20 (10): 1041–4. doi :10.1038/nbt734. PMID  12219076. S2CID  24914960.

Fuentes

  • Lia H, Zhangb J, Vierstra RD, Lia H (2010). "Organización cuaternaria de un dímero de fitocromo según se revela mediante microscopía crioelectrónica". PNAS . 107 (24): 10872–10877. Bibcode :2010PNAS..10710872L. doi : 10.1073/pnas.1001908107 . PMC  2890762 . PMID  20534495.
  • "Activar el interruptor de la luz es fantástico", de Jim De Quattro, 1991.
  • "El cronometraje de la naturaleza", por Kit Smith, 2004.
  • Terry y Gerry Audesirk. Biología: La vida en la Tierra.
  • Linda C Sage. Un pigmento de la imaginación: una historia de la investigación sobre fitocromos. Academic Press 1992. ISBN 0-12-614445-1 
  • Gururani, Mayank Anand, Markkandan Ganesan y Pill-Soon Song. “La fotobiotecnología como herramienta para mejorar las características agronómicas de los cultivos”. Avances en biotecnología (2014).
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