Xanthomonas campestris pv.campestris

Variante bacteriana que causa la podredumbre negra


Xanthomonas campestris  pv.campestris 
Clasificación científicaEditar esta clasificación
Dominio:Bacteria
Filo:Pseudomonas aeruginosa
Clase:Gammaproteobacteria
Orden:Xantomonadales
Familia:Xantomonadáceas
Género:Xantomonas
Especies:X. campestris
Patovar:X. c.   pv.  campestris
Nombre trionomial
Xanthomonas campestris  pv.  campestris
(Pammel 1895) Dowson 1939
Tipo de cepa
Ley NPP 528
Sinónimos

Bacillus campestris Pammel (1895)
Pseudomonas campestris (Pammel) Smith (1897)
Bacteria campestris (Pammel) Chester (1897)
Phytomonas campestris (Pammel) Bergey (1923)
Xanthomonas campestris (Pammel) Dowson (1939)


La podredumbre negra , causada por la bacteria Xanthomonas campestris pv. campestris ( Xcc ), se considera la enfermedad más importante y más destructiva de las crucíferas, infectando a todas las variedades cultivadas de brassicas en todo el mundo. [1] [2] Esta enfermedad fue descrita por primera vez por el botánico y entomólogo Harrison Garman en Lexington, Kentucky, EE. UU. en 1889. [3] Desde entonces, se ha encontrado en casi todos los países en los que se cultivan comercialmente brassicas vegetales. [4]

La infección del hospedante por Xcc puede ocurrir en cualquier etapa del ciclo de vida de la planta. Los síntomas característicos de la podredumbre negra causada por Xcc son lesiones cloróticas a necróticas en forma de V que se extienden desde los márgenes de las hojas y ennegrecimiento de los tejidos vasculares.

El patógeno prospera en climas cálidos y húmedos y se disemina rápidamente en el campo. El uso de semillas limpias, la rotación de cultivos y otras prácticas culturales son los principales medios de control de la podredumbre negra. Sin embargo, en los países en desarrollo, como los del sur y este de África, la podredumbre negra sigue siendo el mayor impedimento para el cultivo de repollo debido a la falta de fiabilidad de las semillas "limpias", los múltiples cultivos anuales y la alta susceptibilidad de los cultivares locales populares a la enfermedad. [5]

Huéspedes y síntomas

Los miembros de la familia de plantas Brassicaceae ( Cruciferae ), que incluye el repollo, el brócoli, la coliflor, la col rizada, el nabo, la colza, la mostaza, el rábano y el organismo modelo Arabidopsis thaliana , se ven afectados por la podredumbre negra. [1] [6] [7] [8] [2]

La infección del hospedador por Xcc causa lesiones foliares cloróticas a necróticas en forma de V, ennegrecimiento vascular, marchitamiento, retraso del crecimiento y síntomas de podredumbre del tallo. [1] A medida que el patógeno avanza desde los márgenes de las hojas hacia las venas, se desarrollan estrés hídrico y síntomas cloróticos debido a la oclusión de los vasos conductores de agua por exopolisacáridos bacterianos y componentes de las paredes celulares degradadas de la planta. [1] [6] El oscurecimiento de los tejidos vasculares después de la invasión bacteriana da a la enfermedad de podredumbre negra su nombre. [2] Las lesiones producidas por Xcc pueden servir como portales de entrada para otros patógenos de podredumbre blanda como Pectobacterium carotovorum (anteriormente Erwinia carotovora ) y Pseudomonas marginalis . [1] [2] [8]

Estos síntomas pueden confundirse con el marchitamiento por fusarium del repollo (amarillamiento por fusarium), causado por el hongo Fusarium oxysporum f. sp. conglutinans . A diferencia de la podredumbre negra, en la que el patógeno invade los márgenes de las hojas y causa síntomas cloróticos a necróticos que progresan hacia abajo en la planta, los síntomas del marchitamiento por fusarium se desarrollan primero en las partes inferiores de la planta y se mueven hacia arriba. [9] Además, las venas de las hojas invadidas por Xcc se vuelven negras en comparación con la decoloración de las venas de color marrón oscuro que se encuentra en el marchitamiento por fusarium. [9] [10]

Los síntomas de la podredumbre negra pueden variar ampliamente entre las diferentes especies de crucíferas. En la coliflor, la infección por Xcc a través de los estomas causa manchas negras o marrones, bordes de las hojas rayados, venas negras y cuajadas descoloridas. [11] Además, la gravedad de los síntomas y la agresividad de la enfermedad varían entre las diferentes cepas del patógeno Xcc. [1] Los aislados se pueden diferenciar en razas según la reacción de varias líneas de Brassica después de la inoculación. En 1992 se propuso por primera vez una estructura de razas que incluía 5 razas (0 a 4); [12] en 2001 se propuso un modelo de clasificación revisado con 6 razas [13] y, más recientemente, el modelo se amplió para incluir nueve razas. [14] [15]

Lesión clorótica a necrótica en forma de V en la hoja de col causada por el patógeno de podredumbre negra Xanthomonas campestris pv. campestris
Lesión clorótica a necrótica en forma de V en una hoja de col, sintomática de infección por el patógeno de la podredumbre negra Xanthomonas campestris pv. campestris. Fotografía de David B. Langston, Universidad de Georgia.

Ciclo de la enfermedad

Ciclo de vida del patógeno de la podredumbre negra Xanthomonas campestris pv. campestris
Ciclo de vida del patógeno de podredumbre negra Xanthomonas campestris pv. campestris por G. Kwan.


La fuente principal de inóculo es la semilla infectada con Xcc. [1] Durante la germinación, la plántula se infecta a través del epicótilo [1] y los cotiledones pueden desarrollar márgenes ennegrecidos, arrugarse y caerse. [6] La bacteria progresa a través del sistema vascular hasta los tallos y hojas jóvenes, donde la enfermedad se manifiesta como lesiones cloróticas a necróticas en forma de V que se extienden desde los márgenes de las hojas. En condiciones de humedad, las bacterias presentes en las gotitas de gutación pueden propagarse por el viento, la lluvia, las salpicaduras de agua y el equipo mecánico a las plantas vecinas. [1] [6]

La vía natural de invasión de Xcc es a través de los hidatodos , aunque las heridas en las hojas causadas por insectos y las raíces de las plantas también pueden ser puertas de entrada. [1] Ocasionalmente, las infecciones ocurren a través de los estomas. Los hidatodos proporcionan al patógeno una vía directa desde los márgenes de las hojas hasta el sistema vascular de la planta y, por lo tanto, la infección sistémica del huésped. La invasión de la vena de la sutura conduce a la producción de semillas infectadas con Xcc. [ cita requerida ]

Xcc puede sobrevivir en los restos vegetales del suelo hasta dos años, pero no más de seis semanas en suelo libre. [1] Las bacterias presentes en los restos vegetales pueden servir como fuente de inóculo secundario. [ cita requerida ]

Ambiente

Las condiciones cálidas y húmedas favorecen la infección de las plantas por Xcc y el desarrollo de la enfermedad. [6] [8] Se requiere humedad libre para la invasión del huésped, considerando que la ruta natural de infección es a través de los hidatodos .

El rango de temperatura óptimo para el crecimiento bacteriano y el desarrollo de síntomas en el huésped es entre 25 y 30 °C. Se observa una tasa de crecimiento más lenta a temperaturas tan bajas como 5 °C y hasta 35 °C. [6] Sin embargo, los huéspedes infectados no presentan síntomas por debajo de los 18 °C. [16]

Gestión

El manejo de la podredumbre negra depende en gran medida de prácticas culturales: [6] [7]

  • Uso de semillas y trasplantes certificados libres de enfermedades
  • Tratamiento con agua caliente de semillas no certificadas; también se pueden utilizar tratamientos químicos con hipoclorito de sodio, peróxido de hidrógeno y acetato cupúrico caliente o sulfato de zinc.
  • Control de insectos
  • Rotación de cultivos con plantas no crucíferas (3-4 años)
  • Eliminación de restos de cultivos después de la cosecha
  • Control de malezas crucíferas que pueden servir como reservorio del patógeno
  • Saneamiento (por ejemplo, equipo limpio, evitar trabajar en campos húmedos, etc. )

El desarrollo y uso de cultivares resistentes a la podredumbre negra ha sido reconocido desde hace mucho tiempo como un método importante de control, pero en la práctica ha tenido un éxito limitado. La resistencia a las razas patógenas más importantes de Xcc es rara en B. oleracea (por ejemplo, repollo, brócoli, coliflor); las fuentes más comunes y potencialmente útiles de resistencia a la podredumbre negra se encuentran en otros genomas de brassica, incluidos B. rapa , B. nigra , B. napus , B. carinata y B. juncea . [17]

Existen cultivares de repollo resistentes o tolerantes , entre ellos: [6] [8]

  • Atlántida
  • Chico azul
  • Bravo
  • Potro cerril
  • Cécile
  • Defensor
  • Dinastía
  • Gladiador
  • Guardián
  • Hancock
  • Ramada

Significado

Impacto económico

El cultivo de la familia de la col es una industria multimillonaria en todo el mundo, lo que refleja su valor como cultivo vegetal, fuente de aceite vegetal, componente de cultivos forrajeros para la alimentación del ganado e ingrediente en condimentos y especias. En 2007, la cosecha de col en los EE. UU. superó los $413 millones (más de 1,4 millones de toneladas). [18] La podredumbre negra se considera la enfermedad más importante de la col y otras crucíferas porque las infecciones por Xcc pueden no hacerse evidentes hasta los meses cálidos de verano (mucho después de la plantación), el patógeno se propaga rápidamente y las pérdidas debido a la enfermedad pueden superar el 50% en climas cálidos y húmedos. [6] La importancia de utilizar semillas y/o trasplantes libres de enfermedades se destaca por el hecho de que "tan solo tres semillas infectadas en 10.000 (0,03%) pueden causar epidemias de podredumbre negra en un campo". [6] En los lechos de trasplante, un nivel de infección inicial del 0,5% puede aumentar al 65% en solo tres semanas. [2] De hecho, trabajos más recientes [19] indican que la propagación puede ser mucho más rápida que esto: con riego por pórtico, la propagación del patógeno superó ampliamente la propagación de los síntomas hasta el punto de que en un experimento casi el 100% de los trasplantes fueron infestados en un bloque de 15 bandejas modulares (alrededor de 4500 plantas) seis semanas después de la siembra por un solo infector primario. El modelado de la tasa de propagación en los trasplantes indica que el estándar de tolerancia ampliamente utilizado para las pruebas de salud de las semillas (0,01%) debería revisarse al 0,004%. [20]

Biotecnología

Xantano

La goma xantana es un exopolisacárido producido por Xcc. La goma xantana producida comercialmente se utiliza como aditivo espesante de alimentos y lubricante, entre otras aplicaciones industriales. [2]

Genómica

Los genomas de tres cepas Xcc (ATCC 33913, B100 y 8004) se han secuenciado completamente y están disponibles públicamente. [21] [22] [23]

Referencias

  1. ^ abcdefghijk Alvarez AM. "Podredumbre negra de las crucíferas". En: Slusarenko AJ, Fraser RSS, van Loon LC (Eds.) Mecanismos de resistencia a enfermedades de las plantas. Dordrecht, Países Bajos: Kluwer Academic Publishers, 2000. pp 21-52.
  2. ^ abcdef Williams PH (1980). "Podredumbre negra: una amenaza continua para las crucíferas del mundo". Enfermedades de las plantas . 64 (8): 736–742. doi :10.1094/pd-64-736.
  3. ^ Garman H (1890). "Una enfermedad bacteriana del repollo". Kentucky Agric Exp Stat Rep . 3 : 43–46.
  4. ^ Chupp C. “Podredumbre negra del repollo”. Manual de enfermedades de las plantas vegetales. Nueva Delhi, India: Discovery Publishing House, 2006. págs. 132-133.
  5. ^ Massomo SM, Mabagala RB, Swai IS, Hockenhull J, Mortensen CN (2004). "Evaluación de la resistencia varietal en repollo contra el patógeno de la podredumbre negra, Xanthomonas campestris pv. campestris en Tanzania". Protección de cultivos . 23 (4): 315–325. Código Bibliográfico :2004CrPro..23..315M. doi :10.1016/j.cropro.2003.09.001.
  6. ^ abcdefghij "Podredumbre negra del repollo y otras crucíferas". Archivado el 31 de julio de 2010 en Wayback Machine . Gestión integrada de plagas. Extensión de la Universidad de Illinois. Diciembre de 1999.
  7. ^ ab Miller SA, Sahin F, Rowe RC (1996). "Podredumbre negra de las crucíferas" (PDF) . The Ohio State University Extension . Consultado el 19 de julio de 2016 .
  8. ^ abcd Seebold K, Bachi P y Beale J. "Podredumbre negra de las crucíferas". Servicio de Extensión Cooperativa del Reino Unido. Universidad de Kentucky. Febrero de 2008.
  9. ^ ab Sherf, A. "Fusarium yellowing of col and related crops" (Amarilleamiento por fusariosis del repollo y cultivos relacionados). Extensión cooperativa del estado de Nueva York. Universidad de Cornell. Enero de 1979.
  10. ^ "Podredumbre negra del repollo y otras crucíferas". Gestión integrada de plagas. Extensión de la Universidad de Illinois. Diciembre de 1999.
  11. ^ Miller SA, Sahin F y Rowe RC. "Podredumbre negra de las crucíferas". Hoja informativa de extensión HYG-3125-96. Extensión de la Universidad Estatal de Ohio. 1996.
  12. ^ Kamoun S, Kamdar HV, Tola E, Kado CI (1992). "Las interacciones incompatibles entre las crucíferas y Xanthomonas campestris implican una respuesta vascular hipersensible: papel del locus hrpX ". Molecular Plant-Microbe Interactions . 5 : 22–33. doi :10.1094/mpmi-5-022.
  13. ^ Vicente JG, Conway J, Roberts SJ, Taylor JD (2001). "Identificación y origen de las razas de Xanthomonas campestris pv. campestris y patovares relacionados". Fitopatología . 91 (5): 492–499. doi : 10.1094/phyto.2001.91.5.492 . PMID  18943594.
  14. ^ Jensen BD, Vicente JG, Manandhar HK, Roberts SJ (2010). "Presencia y diversidad de Xanthomonas campestris pv. campestris en campos de hortalizas de coles en Nepal". Enfermedades de las plantas . 94 (3): 298–305. doi : 10.1094/PDIS-94-3-0298 . PMID  30754254.
  15. ^ Fargier E, Manceau C (2007). "Los ensayos de patogenicidad restringen la especie Xanthomonas campestris en tres patovares y revelan nueve razas dentro de X. campestris pv. campestris". Fitopatología . 56 (5): 805–818. doi : 10.1111/j.1365-3059.2007.01648.x .
  16. ^ Carisse O, Wellman-Desbiens E, Toussaint V, Otis T. "Prevención de la podredumbre negra". Gobierno de Canadá. Centro de Investigación y Desarrollo Hortícola. 1999.
  17. ^ Taylor JD, Conway J, Roberts SJ, Vicente JG (2002). "Fuentes y origen de la resistencia a Xanthomonas campestris pv. campestris en genomas de Brassica". Fitopatología . 92 (1): 105–111. doi : 10.1094/PHYTO.2002.92.1.105 . PMID  18944146.
  18. ^ Estados Unidos. Departamento de Agricultura. Estadísticas sobre la col en Estados Unidos: col fresca en Estados Unidos: superficie, rendimiento, producción y valor, 1960-2007. Mayo de 2008.
  19. ^ Roberts SJ, Brough J, Hunter PJ (2006). "Modelado de la propagación de Xanthomonas campestris pv. campestris en trasplantes de brassica criados en módulos". Fitopatología . 56 (3): 391–401. doi : 10.1111/j.1365-3059.2006.01555.x .
  20. ^ Roberts SJ (2009) Transmisión y propagación de Xanthomonas campestris pv. campestris en trasplantes de coles: implicaciones para los estándares de sanidad de las semillas. En: Biddle AJ; Cockerell V; Tomkins M; Cottey A; Cook R; Holmes W; Roberts SJ; Vickers R, Tratamiento y producción de semillas en un entorno cambiante. pp 82-85.[1]
  21. ^ da Silva AC, et al. (2002). "Comparación de los genomas de dos patógenos de Xanthomonas con diferentes especificidades del hospedador". Nature . 417 (6887): 459–63. Bibcode :2002Natur.417..459D. doi :10.1038/417459a. PMID  12024217. S2CID  4302762.
  22. ^ Vorhölter FJ, Schneiker S, Goesmann A, Krause L, Bekel T, Kaiser O, Linke B, Patschkowski T, Rückert C, Schmid J, Sidhu VK, Sieber V, Tauch A, Watt SA, Weisshaar B, Becker A, Niehaus K, Pühler A (2008). "El genoma de Xanthomonas campestris pv. campestris B100 y su uso para la reconstrucción de las vías metabólicas implicadas en la biosíntesis de xantano". Revista de biotecnología . 134 (1–2): 33–45. doi :10.1016/j.jbiotec.2007.12.013. PMID  18304669.
  23. ^ Qian W, Jia Y, Ren SX, He YQ, Feng JX, Lu LF, Sun Q, Ying G, Tang DJ, Tang H, Wu W, Hao P, Wang L, Jiang BL, Zeng S, Gu WY, Lu G, Rong L, Tian Y, Yao Z, Fu G, Chen B, Fang R, Qiang B, Chen Z, Zhao GP, Tang JL, He C (2005). "Análisis genómicos comparativos y funcionales de la patogenicidad del fitopatógeno Xanthomonas campestris pv. campestris". Genome Research . 15 (6): 757–67. doi :10.1101/gr.3378705. PMC 1142466 . PMID  15899963. 
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